La exactitud de las evaluaciones en el Laboratorio Clínico Veterinario, dependen en gran parte de la calidad de la recolección, preparación y envío de las muestras, por lo tanto, el éxito del uso del laboratorio está íntimamente relacionado con el cuidado que se procure desde la toma de la muestra, transporte, ejecución de la técnica de análisis y el informe final de resultados. 

Unas muestras para Laboratorio adecuadas y correctamente manipuladas permiten al especialista reconocer, localizar y finalmente enfrentar la enfermedad.

La identificación completa y precisa de las muestras que llegan al laboratorio, es parte esencial del trabajo. Toda muestra debe acompañarse de una solicitud que indique las pruebas exactas requeridas, no se debe solicitar alternativas o dejar que el laboratorio defina la necesidad.

El laboratorio es una valiosa ayuda para el Médico Veterinario, ya que le permite hacer diagnósticos más precisos y en consecuencia obtiene mayor información para establecer medidas terapéuticas y preventivas. A continuación encontraras aspectos importantes relacionados toma de muestras y envío al laboratorio:

  • Errores que se cometen con frecuencia en la extracción de sangre
  • Sitio de Extracción de sangre
  • Tipos de tubos
  • Toma, conservación y envío al laboratorio
  • Secreción de oídos
  • Secreciones oculares
  • Secreciones vaginales
  • Cultivo uterino en yeguas
  • Hemocultivos
  • Cultivo de Orina
  • Cultivo de Leche para antibiograma
  • Muestras para análisis coproparasitológico
  1. Errores que se cometen con frecuencia en la extracción de sangre:

Hemolisis: El uso de una jeringa húmeda causa hemolisis de la sangre. Esta hemolisis causa error en la lectura de los equipos.

Cantidad de sangre requerida: 
Depende de la prueba o pruebas que se soliciten y de los métodos usados por el laboratorio, para la química clinica se recomiendan 2-3 ml de suero.

  1. Sitio de Extracción de sangre.

Vena Yugular: 
El sitio que se usa más frecuentemente en los equinos, bovinos, ovejas y cabras.
Vena Coccígea: En la parte ventral de la cola del bovino se hace visible cuando se flexiona la cola hacia arriba. El sitio de la venipunción es aproximadamente a 10 cm del perineo. Si se cuenta con un buen brete este es el mejor sitio para realizar la extracción.

Vena mamaria:
Se usa en vacas lecheras, se encuentra en el borde anterior de la glándula mamaria aproximadamente 5-7 cms lateral a la línea alba y corre hacia delante desviándose lateralmente y pasando por un forámen en la pared abdominal posterior a las costillas. La venipunción se hace silmilar a la extracción yugular, aunque es un poco difícil en este sitio por la dificultad de inmovilizar el paciente.

Recipientes:
Para sangre coagulada: El tamaño depende de la cantidad de sangre necesaria. El recipiente debe estar químicamente limpio y seco.Para sangre total o plasma se utilizan vacutainer , estos tubos al vacío succionan la sangre del torrente circulatorio. 
Se debe realizar una pequeña desinfección con alcohol y algodón en el sitio de punción, secar bien los remanentes de alcohol.

La punción venosa se realiza igual como se hace con jeringa, si la aguja se encuentra en vena entrará sangre al tubo, de lo contrario se debe buscar la vena.

Cuando no se puede localizar la vena y es necesario puncionar de nuevo, se debe retirar el tubo vacutainer de la aguja antes de extraer la aguja de la vena del animal.

3-Tipos de tubos

Tubos tapa roja. (Seco)
Usados para pruebas que requieren sangre coagulada ( Suero) tales como química sanguínea: Glucosa pruebas de funcionamiento hepático, renal, inmunológicas: IBR, DVB., Leucosis, leptospira, Brucela, Anemia infecciosa, minerales, electrolitos etc

La muestra se debe dejar reposar 30 minutos para facilitar la formación del coagulo , si se tiene a mano una centrifugadora se centrífuga a 2.000 rpm por 5 minutos y se separa el suero , se lleva al laboratorio refrigerado o congelado

De no ser posible el centrifugado se debe tratar de separar el suero invirtiendo el tubo suavemente, evitar en lo posible que los glóbulos rojos se pasen con el suero al tubo receptor.

Tubos tapa lila ( Morado): 
Contiene EDTA liquido o liofilizado. Es el anticoagulante ideal para el conteo y evaluación celular de la sangre de mamíferos, se usa para pruebas tipo hemogramas, parásitos hemáticos: Babesia, Anaplasma, Trypanosoma. Se debe dejar llenar el tubo hasta que este pierda el vacío, la relación sangre EDTA es del 10%. Para hacer que la sangre se mezcle con el EDTA después de tomada se invierte el tubo suavemente de 10-12 veces, así evitamos la formación de coágulos que me dan un dato errado. Se deja reposar 30 minutos a temperatura ambiente y de no ser posible su análisis inmediato se debe refrigerar a 4 grados centígrados. NUNCA se debe congelar esta muestra ya que esto permite la formación de cristales que rompen los glóbulos rojos dando como resultado una muestra hemolizada.

Tubos tapa azul. 
Estos tubos utilizan como anticoagulante el citrato de sodio , son útiles en la realización de pruebas de coagulación: TP y TPT además Fibrinógeno. No se recomienda realizar hemograma a muestras tomadas en este tubo.

4-Toma, conservación y envío al laboratorio 


Suero sanguíneo
Los análisis químicos siempre se deben efectuar lo más pronto posible para evitar que se alteren los componentes que se van a medir y poder ser más exacto. En casi todas las determinaciones se prefiere trabajar con suero. El suero se separa con facilidad una vez se coagule la sangre a temperatura ambiente, para después ser centrifugado.


Plasma
El plasma se separa centrifugando la sangre después de obtenida. Tanto el suero como el plasma se deben conservar congelados hasta el momento de hacer el análisis, en caso de no poder realizarlo rápidamente hay un tiempo prudencial para mantener el suero refrigerado dependiendo del tipo de análisis.

Recordar que la sangre transporta una cantidad aparentemente limitada de sustancias que varían desde iones orgánicos simples a moléculas de gran complejidad. Es importante tener en mente las sustancias más comúnmente investigadas en la práctica veterinaria, como son: glucosa, compuestos nitrogenados proteicos como las albúminas y globulina, y no proteicos como la urea, creatinina, calcio, fósforo, lípidos y bilirrubinas. Además se tiene las enzimas séricas como las amilasas y las lipasas, las fosfatasas y las transaminasas y otros parámetros útiles como las hormonas, pruebas inmunológicas y el equilibrio ácido-base.

Es necesario tener los conocimientos básicos de la hematología como los elementos celulares en su número, forma y color, los trastornos fisiopatológicos que afectan sus funciones entre otras el transporte de oxígeno, regulación de la temperatura y equilibrio ácido básico. De esta manera se puede solicitar y analizar resultados y la importancia de cada uno según la especie de un hematocrito, hemoglobina, recuentos, fórmulas diferenciales, valores de sedimentación, índices corpusculares, morfología celular y demás valores de referencia que se tiene en Medicina Veterinaria.

También como en Medicina Humana es necesario tener todos los cuidados con el manejo de la sangre para evitar la coagulación, para ello existen productos como:

EDTA anticoagulante liquido (gota de solución al 10% / 5 c.c. sangre) y en polvo (0.5 mgrs./5 c.c de sangre). Cuando se utiliza el sistema de tubos al vacío no hay que preocuparse por la cantidad requerida ya que vienen preparados, menos para cachorros, pollos. Este último es el más recomendado por las ventajas que presenta, como la de conservación de las características morfológicas y la tinción adecuada de los leucocitos.

OXALATOS, pero se debe hacer los exámenes máximo a la hora después de la toma.

HEPARINA se debe usar con cuidado, pues altera las propiedades de tinción de los leucocitos.

Es de gran importancia agregar siempre a las muestras un frotis, pues la información que proporciona ayuda a diagnósticos y pronósticos de enfermedades muy comunes como por ejemplo las causadas por hematozoarios, algunas infecciosas y nutricionales en bovinos, anemias en equinos y otras según especie.

5- Secrecion de oidos

Materiales

hisopos estériles 
Placas Porta objetos estériles
Guantes desechables 
Solución salina estéril
Medio de transporte (Stuard o Carry blair)

Recoleccion de la muestra

• La muestra debe ser sumergida inmediatamente en el medio d etransporte para mantener viables los microorganismos hasta que sean procesadois en el laboratorio.
• En las secreciones y exudados la interpretación del examen directo es difícil, tanto por la contaminación que generalmente se produce durante la obtención, como por el escaso numero de microorganismos en la muestra; por esta razón el examen definido es el cultivo y para la toma de la muestra deberán emplearse técnicas de asepsia rigurosa.
• La secreción de oído se obtiene con escobillón estériles con el cual se toma la cantidad mayor posible de secreción de ambos oídos en caso de que esta este seca o muy escasa se impregna los escobillones con solución salina estéril en ambos casos la muestra se toma mediante el frotis del conducto externo sin profundizar el tímpano.
• Se hace el extendido en placa previamente desinfectada necesariamente haciendo en forma circular para la coloración de Gram. ya que esta es una ayuda valiosa, para observar reacción leucocitaria, bacterias y hongos; se introducen los escobillones en medio de trasporte adecuado, es necesario tomar de ambos oídos con el fin establece una comparación en el crecimiento de la flora.
• El volumen de la muestra deben ser representativo.

6- Secreciones oculares

Materiales

hisopos estériles 
Placas Porta objetos estériles
Guantes desechables 
Solución salina estéril
Medio de transporte (Stuard o Carry blair)

recoleccion de la muestra

• La muestra para el estudio de una conjuntivitis, se obtiene frotando con un escobillón estéril los fondos de los sacos conjuntivales o el material que se acumula en el ángulo lagrimal 
• La muestra de ulceras corneales la debe obtener el medico veterinario, quien lo hace raspando la lesión muy cuidadosamente con una espátula estéril, se debe realizar en ambos ojos; hacer extendido en placa estéril para ambos casos.
• El volumen de la muestra debe ser representativo, el algodón del escobillón impregnado del material; la muestra se debe mantener y preservar en el medio de transporte

7- Secreciones vaginales

Materiales

hisopos estériles 
Placas Porta objetos estériles
Guantes desechables 
Solucion salina esteril
Solución salina estéril
Medio de transporte (Stuard o Carry blair)

recoleccion de la muestra
• Se debe realizar un lavado estricto de los genitales externos con agua y jabón, secando en lo posible con toallas desechables.
• Realizar desinfección con alcohol yodado y alcohol antiséptico (3 veces cada una). Se introduce el especulo estéril para proceder a la toma de muestra con un escobillón estéril el cual se introducirá por todo el centro hasta llegar al cerviz tratando de no tocar las paredes, se saca el escobillón con la muestra, se hace el extendido para la coloración de Gram y se coloca en el medio transporte adecuado.
• En caso desospechar de hongos o Tricomonas, colocar una muestra en solución salina estéril para realización del directo.
• La muestra se debe preservar y mantener en el medio de transporte adecuado 
• El volumen de la muestra debe muestra debe ser representativo.

8- Cultivo uterino en yeguas

Materiales

hisopos estériles (Guarded Swab)
Placas Porta objetos estériles
Guantes desechables 
Solucion salina esteril
Solución salina estéril
Medio de transporte (Stuard o Carry blair)

recoleccion de la muestra
• Se debe realizar un lavado estricto de los genitales externos con agua y jabón, secando en lo posible con toallas desechables.
• Realizar desinfección con alcohol yodado y alcohol antiséptico (3 veces cada una). Se introduce el especulo estéril para proceder a la toma de muestra con un hisopo acondicionado para el tracto genital de la yegua (Guarded swab), este se consigue comercialmente en el mercado ( Consultar con el laboratorio) se introduce por todo el centro hasta pasar al cerviz y entrar en la cavidad uterina propiamente, se saca el escobillón con la muestra, se hace el extendido para la coloración de Gram y se sumerge en el medio de transporte.

9- Liquido cefaloraquideo LCR

materiales
• Jeringa estéril
• Algodón estéril
• Tubos estériles tapa rosca
• Alcohol

recoleccion de la muestra
• La punción lumbar realizada por el medico veterinario se debe llevar a cabo bajo condiciones asépticas estrictas para evitar introducir en el canal raquídeo bacterias, también para prevenir la contaminación de la muestra. La muestra se recoge en tubos estériles tapa rosca para evitar la perdida de líquido o contaminación, por ningún motivo se debe utilizar tubos tapa de algodón, es necesario desinfectar rigurosamente el área que se va a puncionar.
• Esta muestra es necesario enviarla de inmediato al laboratorio ya que algunas bacterias que no sobreviven con el almacenamiento prolongado o cambios bruscos de temperatura.
• El volumen de la muestra debe ser representativo, aproximadamente 3.4 ml.

10- Otros liquidos y exudados

Materiales
• Alcohol antiséptico y yodo
• Jeringa estéril 
• Algodones estériles

Recoleccion d e l a muestra

• La aspiración percutanea de liquidos como pleural, peritoneal, sinovial debe ser realizada asépticamente con desinfección previa, jeringas y agujas estériles la mayor cantidad de liquido debe ser remitida al laboratorio.
• La muestra debe ser tomada en tubo tapa roja o seco y tubo tapa morada con EDTA para prevenir la formación de coágulos que atrapen los microorganismos, ademas en una muestra coagulada es imposible realizar un recuento total de leucocitos y su diferenciual. 
• La muestra debe ser enviada inmediatamente al laboratorio.
• El volumen de la muestra debe ser representativo, aproximadamente de 3-4 ml

11- Hemocultivos

materiales
• Alcohol yodado y antiséptico
• Jeringa estéril
• Algodones estériles 
• Frascos con el medio de cultivo suministrados por el laboratorio

Recoleccion de la muestra

• Después de haber sujetado al paciente y haber seleccionado cuidadosamente el sitio de punción, debe hacerse una asepsia cuidadosa de la piel para reducir la incidencia de contaminación del hemocultivo, la piel debe desinfectarse y luego desinfectarse con alcohol por tres veces dentro de la periferia. Las tapas de caucho de los frascos que contienen el medio de cultivo más el anticoagulante SPS, que potencialmente pueden estar contaminados, deben desinfectarse con una solución de yodo y el exceso de la sustancia descontaminante debe removerse antes de tomar la muestra. En todos los casos debe actuar el antiséptico durante el minuto; una vez que se ha descontaminado el sitio de punción no debe tocarse nuevamente con el dedo a menos que éste haya sido desinfectado de igual manera o que se usen guantes estériles para hacer la punción.
• La muestra debe tomarse con una jeringa de 5 ml para pequeñas especies y de 10 mL para grandes especies, aunque es preferible hacerlo directamente por el medio de un aditamento especial con el cual pueden tomarse directamente en el frasco del medio de cultivo.
• Los recipientes en que se toman las muestras directamente, deben colocarse por debajo del sitio de la punción, para evitar el reflujo de la sangre. La aguja se introduce directamente en la vena, si esta se pierde o hay que efectuar una segunda punción debe usarse una nueva aguja o un nuevo equipo para la toma de muestra, estas precauciones deben tenerse en cuenta para reducir el riesgo de contaminación de la muestra con flora normal de piel. Las muestras se deben mezclar cuidadosamente e inmediatamente enviarlas al laboratorio.

12- Cultivo de Orina

Materiales
• Sonda estériles
• Guantes desechables
• Frasco estéril de boca ancha
• Alcohol yodado y antiséptico

Recolección de la muestra

• Realizar un lavado riguroso de los genitales externos con el fin de remover los microorganismos contaminantes, se debe utilizar jabón y abundante agua limpia.
• En grandes especies la muestra la de orina se puede recolectar por micción espontanea, no se recomienda recolectar los primeros chorros, la muestra se debe tomar en un frasco estéril el cual no se debe destapar hasta el momento de la toma de muestra, no tocar la boca de este y tomarla directamente en el frasco con una cantidad apropiada para el procedimiento, enviar inmediatamente al laboratorio, de lo contrario se debe refrigerar por no mas de 4-6 horas. Otros métodos muy utilizados en pequeños animales son la utilización catéteres y punción vesical, siendo esta última la más utilizada. Después de localizar vejiga, lavar y desinfectar, puncionar con jeringa estéril tomar aproximadamente 5 ml y enviarla al laboratorio.

13- Cultivo de Leche para antibiograma

Materiales

• Abundante agua limpia
• Solucion jabonosa yodada
• Toallas desechables
• Guantes desechables
• Frasco estéril de boca ancha

Recolección de la muestra

• lavar por completo la ubre con jabón yodado y abundante agua limpia.
• Desinfección de cada pezón utilizando alcohol y yodo al 2%
• Remoción de la solución anterior con alcohol antiséptico.
• El operario que toma la muestra debe lavarse las manos con solucion yodada para continuarcon el siguiente paso
• Eliminación de los primeros chorros de leche.
• Llenar el recipiente esteril suministrado por ellaboratorio
• Una vez tomada debe enviarse en el menor tiempo posible (no más de 6 horas) acompañada de la historia clínica que oriente al diagnóstico microbiológico
• Las muestras para el recuento celular se deben llevar rápidamente al laboratorio sin refrigerarlas ya que las células son muy lábiles a los cambios de temperatura. Con los resultados obtenidos y el diagnóstico clínico, el médico veterinario buscará aplicar un plan de manejo y tratamiento adecuados

14- Muestras para analisis coproparasitologico

Recolección de la muestra

• Con guante o funda plástica introducir la mano en el recto del animal y estimular mediante masaje el esfínter anal.
• Cuando se haya obtenido la cantidad suficiente (20-40g), el guante es reservado hacia adentro.
• Si la deposicion acaba de ser realizada voluntariamente por el animal se debe tomar una muestra representativa con espátula de la parte superior de la muestra , es decir, que la porcion de heces que se toma no hay estado en contacto con el suelo.¡
• Si la muestra tardara mas de dos horas en llegar al laboratorio, se debe refrigerar entre 2-7 grados pasar una parte de la muestra a un recipiente con formalina al 10%. ( Es importante enviar al laboratorio una muestra con formalina al 10% y otra sin formalina, en refrigeración, especialmente cuando se desea investigar parásitos pulmones ( Identificación de larvas).
• Si la muestra puede llegar al laboratorio en menos de dos horas, cerrar el guante o funda.
• Identificar y enviar la muestra refrigerada
• Cuando se requiera evaluar el estado de infestación de un grupo de animales, debe tomarse un “Pool” de muestras por edad. En este caso, se recolectaran pequeñas muestras de heces tomadas al azar de los diferentes lotes de producción.

 

Última actualización: 08/09/2018
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